УДК 619:579.842.11-612.112.7
Терехов В.И. ГБПОУ КК «Пашковский сельскохозяйственный колледж», г. Краснодар
Тищенко А.С. ФГБОУ ВО «Кубанский государственный аграрный университет
имени И.Т. Трубилина», г. Краснодар
Введение. Колибактериоз (эшерихиоз) телят и поросят остаётся проблемной патологией, как в России, так и в других странах [1, 4, 12]. Основу мероприятий, направленных на предупреждение данной болезни составляет вакцинопрофилактика. Подавляющее большинство биопрепаратов против эшерихиоза, применяемых на территории Российской Федерации, ориентировано на обеспечение у животных активного и пассивного иммунитета в отношении соматических антигенов, специфических пилей (К99, К88. F41, F17 и другие), термолабильного (TL) и/или термостабильного (TS) экзотоксинов [3, 11]. Между тем, аналитическая проработка влияния иммунизаций с использованием подобных вакцин на эпизоотический процесс при колибактериозе показала полное отсутствие коррелятивной зависимости между уровнем заболеваемости и уровнем вакцинообработок [1, 4]. Как оказалось, достаточно интенсивное и регулярное использование вакцин против колибактериоза никоим образом не влияет ни на заболеваемость, ни на летальность при данной инфекции. Одной из причин сложившегося обстоятельства, по всей видимости, является несоответствие антигенного состава имеющихся вакцинных препаратов, этиологическим и патогенетическим факторам, обуславливающим развитие болезни. Акцент при разработке вакцин против эшерихиоза на соматические и пилевые антигены несостоятелен в виду их значительного разнообразия у патогенных E. coli. Кроме того, адгезия эшерихий к эпителиальным клеткам может осуществляться не только за счёт фимбриальных, но и нефимбриаль- ных структур (AFA или NFA), относящихся к семейству Dr-адгезинов, AIDA-I адгезинам, М-агглютининам и интимину [7, 8, 9, 10]. Включение в состав вакцин только термолабильного и/или термостабильного экзотоксина также неверно, так как установлено, что в развитии патологии у телят и поросят широко участвуют варианты E. coli, продуцирующие шигаподобный токсин (STX), а также такие варианты, которые могут продуцировать сразу несколько видов токсинов [5, 12]. Однако, использование в составе одного вакцинного препарата антигенов нескольких экзотоксинов патогенных эшерихий требует специальных исследований, поскольку они сами по себе в отдельности обладают разнообразными токсичными, иммуносупресивными и иммунномо- дулирующими свойствами.
Целью работы являлось изучение влияния смеси инактивированных экзотоксинов (анатоксина) E. coli на картину крови животных, для оценки возможности использования её в качестве претендента на вакцинный препарат.
Материалы и методы исследований. Для получения анатоксина были использованы ранее отобранные штаммы [6], посев которых осуществляли по отдельности в пробирки с 10 мл питательного бульона с последующим их культивированием в термостате при температуре 37°C в течение 6-8 ч до появления легкого помутнения, свидетельствующего о росте микроорганизмов. По истечении срока культивирования полученные культуры переносили в 200-300-миллилитровые колбы с питательным бульоном и подвергали инкубации в термостате при 37°C, при этом штаммы, продуцирующие TL и TS, выдерживали в течение 6 суток, а штамм, продуцирующий STX - 7 суток. На следующем этапе осуществляли инактивацию бульонных культур путем добавления в них формалина до концентрации 0,3-0,4%. Данную процедуру проводили в течение двух недель при температуре 37°C, при этом культуры микроорганизмов каждый день двукратно перемешивали. На последнем этапе по окончании инактивации культуры проверили на стерильность, объединили их равные объемы и посредством стерилизующей фильтрации произвели разделение среды культивирования и микробной массы. В результате получили комплексный препарат, представляющий собой прозрачную жидкость, светло-желтого цвета, содержащий 3 вида инактивированных экзотоксинов. После чего готовый препарат с соблюдением условий асептики разлили по стерильным флаконам, затем укупорили их стерильными резиновыми пробками с последующей обкаткой алюминиевыми колпачками.
Для изучения влияния инактивированных токсинов на картину крови использовали лабораторных животных, в качестве которых использовали белых крыс с массой 200±10 г. Подопытных животных по методу пар-аналогов сформировали в 5 групп по 70 голов в каждой. Крысы из 1-ой группы служили в качестве отрицательного контроля, которым ничего не вводили. Животные из 2-ой группы являлись положительным контролем, им инъецировали стерильный питательный бульон. Остальным животным вводили анатоксин в различных дозах: крысам 3-ей группы инъецировали 0,15 см3; 4-ой группе - 0,3 см3; 5-ой группе - 0,6 см3. После введения препаратов у 10-ти животных из каждой группы через 1, 3, 6, 12, 24 ч, 3 и 7 дней отбирали кровь из латеральной вены хвоста с помощью перфузионного устройства «игла-бабочка» размером G25 (Vogt medical, Германия).
Исследование крови у подопытных животных проводили с помощью автоматического гематологического анализатора MEDONIC CA 400 (Boule Medical AB, Швеция), определяли количество эритроцитов, лейкоцитов и гемоглобина. Отдельно выводили лейкоформулу, по которой для установления оценки выраженности степени эндотоксикоза и уровня воспалительной реакции рассчитывали лейкоинтоксикационный индекс (ЛИИ) [2].
Биометрическая обработка цифрового материала осуществлялась с использованием программы Microsoft Office Excel 2010.
Результаты исследований и их обсуждение. При проведении анализа полученных результатов опыта установили, что у подопытных крыс после введения им как стерильного бульона, так и анатоксина во все временные отрезки исследования оставалась стабильной и достоверно не отличалась от таковой у интактных животных. Между тем основные изменения наблюдали в картине белой крови.
Через 1 ч после введения питательного бульона и анатоксина (табл. 1) у животных опытных групп и группы положительного контроля наблюдали снижение общего количества лейкоцитов относительно животных из группы отрицательного контроля (интактные животные). В результате произошло заметное изменение в соотношении клеток белой крови, составляющих их общий пул, на фоне отмеченной лейкопении. Так, относительное количество лимфоцитов снизилось, в то время как количество нейтрофильных гранулоцитов выросло. При этом было установлено, что если у крыс из первой группы на долю лимфоцитов приходилось 85,0% всех лейкоцитов, а нейтрофилов 14,3%, то у животных из 3-5-й групп, которым ввели анатоксин в дозах 0,15 / 0,3 / 0,6 мл, количество этих клеток составило 64,7, 67,0, 66,0 и 29,7, 29,3, 30,6%, соответственно.
Таблица 1. Гемограмма крыс через 1 час после введения анатоксина
| Гематологи ческим показатель | Группы животных (ns10) | ||||
|---|---|---|---|---|---|
| 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | |
| Лейкоциты, 109/л | 9,8±1,2 | 8,7±0,8 | 7,3±0,4 | 7,0±0,2* | 6,8±0,5* |
| Эритроциты, 1012/л | 7,1±0,4 | 7,1±0,5 | 6,3±0,5 | 5,8±0,7 | 8,2±0,5 |
| Гемоглобин, г/л | 131,0± 10,0 | 124,0± 11,6 | 109,0± 9,2 | 103,0± 6,6* | 137,0± 10,5 |
| Лейкоформула, %: лимфоциты | 85,0±3,5 | 71,5±1,6* | 64,7±2,3* | 67,0±2,9* | 66,0±3,1* |
| моноциты | 0,4±0,02 | 0 | 2,3±0,12* | 1,0±0,03* | 0,7±0,01* |
| эозинофилы | 0,3±0,01 | 5,5±0,12* | 3,3±0,09* | 2,7±0,07* | 2,7±0,09* |
| сегментоядерные | 9,3±1,2 | 21,0±3,9* | 28,4±2,6* | 28,0±4,2* | 29,3±2,2* |
| палочкоядерные | 5,0±0,9 | 2,0±0,6* | 1,3±1,0* | 1,3±0,6* | 1,3±0,7* |
| ЛИИ | 0,17±0,1 | 0,3±0,13 | 0,45±0,3 | 0,47±0,3 | 0,46±0,18 |
* Р<0,05 относительно животных 1-й группы (интактные животные)
У животных из 2-й группы, которым ввели стерильный бульон,
было отмечено аналогичное изменение в лейкоформуле, но в меньшей степени. По всей вероятности, наблюдаемый эффект может быть объяснен двумя причинами: во-первых, ответной реакцией системы гемопоэза на физический стресс (фиксация, внутримышечное введение), во-вторых — непосредственным влиянием бульона и анатоксина. При этом косвенно в пользу последнего фактора может свидетельствовать увеличение относительного количества эозинофилов в крови животных, которым инъецировали бульон и анатоксин.
Токсического и раздражающего действия бульона и анатоксина установлено не было, поскольку на месте их введения отсутствовали какие-либо местные изменения. Кроме того, ЛИИ крови увеличился только на 0,2-0,3 единицы, тогда как при выраженном токсикозе он может достигать 5 и более единиц [2].
Установлено, что спустя 3 ч после введения анатоксина, его различные дозы неодинаково оказывали влияние на лейкоциты (табл. 2). Так если у животных из группы №3 (доза анатоксина 0,15 мл) их количество относительно первого исследования снизилось на 0,7х109/л, то у животных из группы №№ 4 и 5, напротив, увеличилось на 4,4 и 7,4*109/л, соответственно.
Таблица 2. Гемограмма крыс через 3 ч после введения анатоксина
| Гематологический показатель | Группы животных (ns10) | ||||
|---|---|---|---|---|---|
| 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | |
| Лейкоциты, 109/л | 9,2±1,6 | 8,4±1,4 | 6,6±0,26 | 11,4±1,1 | 14,2±1,5* |
| Эритроциты, 1012/л | 7,4±0,37 | 6,1±0,59 | 6,2±0,26* | 7,7±0,5 | 6,7±0,2 |
| Гемоглобин, г/л | 121,0± 10,8 | 103,0± 8,7 | 104,0± 7,7 | 134,0± 10,6 | 116,0± 6,4 |
| Лейкоформула, %: лимфоциты | 81,0±4,6 | 62,7±5,0* | 50,7±3,2* | 48,0±4,8* | 30,3±3,4* |
| моноциты | 0,2±0,15 | 1,0±0,34 | 0,7±0,2 | 0,4±0,1 | 0,3±0,1 |
| эозинофилы | 1,5±0,8 | 2,7±0,16 | 1,3±0,7 | 2,2±0,56 | 1,3±0,9 |
| сегментоядерные | 13,3±2,0 | 31,3±3,9* | 44,3±2,5* | 48,0±4,8* | 65,7±1,6* |
| палочкоядерные | 4,0±0,2 | 2,3±0,5* | 2,1±0,47* | 1,4±0,78* | 2,4±0,61* |
| ЛИИ | 0,17±0,1 | 0,5±0,2 | 0,86±0,5 | 0,98±0,5 | 2,7±1,8 |
* Р<0,05 относительно животных 1 группы (интактные животные)
У крыс из группы № 2 (положительный контроль) этот показатель не изменился. При изучении лейкоформулы у животных в данных группах по-прежнему установлена динамика увеличения нейтрофиль- ных гранулоцитов на фоне уменьшения относительного количества лимфоидных клеток. При этом количество сегментоядерных нейтро- филов у крыс из 2-й группы достигло 31,3±1,1%, 3-ей - 44,3±0,8, 4ой - 43,0±1,1 и 5-й - 65,7±0,6%. Наличие существенной разницы в лейкограммах у крыс из 2-й и 3-5-й групп может свидетельствовать о специфическом действии анатоксина. Данный факт подтверждается характерной особенностью: чем большей была вводимая доза, тем в большей степени уменьшалось количество лимфоцитов и увеличивалось количество сегментоядерных нейтрофилов.
Количество эозинофилов и палочкоядерных нейтрофилов у крыс, которым инъецировали субстраты, было на таком же уровне, как и у интактных животных, что свидетельствует об отсутствии аллер- гизирующего или раздражающего действия введенных препаратов.
Через 6 и 12 ч после введения бульона и анатоксина (табл. 3, 4) у крыс из группы положительного контроля и опытных групп, содержание в крови общего количества лейкоцитов достоверно не отличалось от такового у животных из группы отрицательного контроля.
Таблица 3. Гемограмма крыс через 6 ч после введения анатоксина
| Гематологический показатель | Группы животных (ns10) | ||||
|---|---|---|---|---|---|
| 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | |
| Лейкоциты, 109/л | 8,8±1,2 | 7,6±2,5 | 8,8±4,2 | 9,44±3,7 | 9,0±4,2 |
| Эритроциты, 1012/л | 6,1±2,3 | 6,1±0,42 | 6,3±0,8 | 7,29±0,8 | 6,4±0,4 |
| Гемоглобин, г/л | 121,0±9,0 | 109,0±7,4 | 114,0±10,1 | 125,0±9,2 | 109,0±6,9 |
| Лейкоформула, %: лимфоциты | 82,0±4,9 | 69,3±3,4 | 55,4±2,3* | 61,4±4,6* | 52,0±2,1* |
| моноциты | 1,4±0,3 | 1,7±0,21 | 0 | 2,2±0,45 | 1,7±0,25 |
| эозинофилы | 1,3±0,1 | 2,3±0,22* | 3,0±0,24* | 3,4±0,8* | 2,3±0,45 |
| сегментоядерные | 11,3±1,0 | 24,7±2,6* | 39,0±3,7* | 32,2±4,6* | 42,0±4,9* |
| палочкоядерные | 4,0±0,9 | 2,0±0,1 | 2,3±0,45 | 0,8±0,2* | 2,0±0,27 |
| ЛИИ | 0,17±0,1 | 0,36±0,15 | 0,7±0,8 | 0,53±0,3 | 0,8±0,3 |
* Р<0,05 относительно животных 1-й группы (интактные животные)
Однако у крыс из 2-5-й групп в лейкоформуле количество лимфоцитов все ещё оставалось более низким, чем у крыс из 1-й группы. Так у животных из 2-й группы эта разница составляла 10,2-12,7%, 3й группы - 26,6-28,0%, 4-й группы - 20,6-30,0%, 5-й группы - 3042,0%. Количество нейтрофилов, напротив, было более высоким. Если у животных из 1-й группы данная популяция лейкоцитов составляла 13,7-15,3%, то у животных из 2-5-й групп, соответственно, 24,326,7%, 41,3-43,3%, 33,0-41,6% и 44,0-54,7%.
Таблица 4. Гемограмма крыс через 12 ч после введения анатоксина
| Гематологический показатель | Группы животных (ns10) | ||||
|---|---|---|---|---|---|
| 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | |
| Лейкоциты, 109/л | 9,3±2,1 | 7,37±1,1 | 7,4±1,6 | 8,6±2,4 | 8,9±0,9 |
| Эритроциты, 1012/л | 6,85±0,9 | 6,61±0,48 | 7,04±0,5 | 7,3±0,5 | 6,85±0,3 |
| Гемоглобин, г/л | 122,7± 9,9 | 117,7± 5,5 | 125,0± 6,0 | 128,0± 12,0 | 121,0± 4,7 |
| Лейкоформула, %: лимфоциты | 83,0±5,4 | 72,7±4,7 | 55,0±4,3* | 53,0±3,6* | 41,0±1,7* |
| моноциты | 0,3±0,6 | 0 | 0 | 1,8±0,3 | 0 |
| эозинофилы | 3,0±0,45 | 3,0±0,38 | 1,70±0,2* | 3,6±0,27 | 4,3±0,1* |
| сегментоядерные | 13,4±1,7 | 23,3±2,8* | 40,3±3,2* | 41,0±3,5* | 51,7±2,7* |
| палочкоядерные | 0,3±0,04 | 1,0±0,08* | 3,0±0,9* | 0,6±0,1* | 3,0±1,0* |
| ЛИИ | 0,16±0,08 | 0,31±0,16 | 0,65±0,40 | 0,80±0,60 | 1,25±0,30* |
* Р<0,05 относительно животных 1-й группы (интактные животные)
Таким образом, в течение первых 12 ч после введения субстратов (как питательного бульона, так и анатоксина) у животных происходит усиленный выброс в кровяное русло физиологически зрелых нейтрофильных гранулоцитов, осуществляющих захват и процессинг антигена. Между тем, по причине того, что в антигенном отношении анатоксин более активен, чем питательный бульон, после его введения у подопытных животных количество сегментоядерных нейтрофи- лов повышалось в течение первых 12 ч, тогда как после введения бульона содержание этих клеток увеличивалось только в течение первых 3 ч, а затем начинало снижаться.
Через 24 ч после инъекции препаратов содержание в крови лейкоцитов у животных из контрольных и опытных групп было практически одинаковым и достоверно не имело различий (табл. 5). Кроме того, у крыс из 2-й группы параметры лейкограммы достоверно не отличались от таковой у животных из 1-й группы, что свидетельствует о прекращении действия бульона на кровь. Между тем, у животных из 3-5-й групп по-прежнему наблюдали достоверно более низкое, чем у интактных крыс, содержание лимфоцитов и более высокое - нейтрофилов. Особенно выраженная разница была отмечена у животных из 5-й группы, которым анатоксин ввели в дозе 0,6 мл. У них относительное количество лимфоцитов было на 27,0% ниже, а количество нейтрофилов на 22,0% выше, чем у интактных особей, что является свидетельством продолжающегося антигенного раздражения.
Таблица 5. Гемограмма крыс через 24 ч после введения анатоксина
| Гематологический показатель | Группы животных (ns10) | ||||
|---|---|---|---|---|---|
| 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | |
| Лейкоциты, 109/л | 8,64±0,19 | 7,42±2,1 | 8,98±1,1 | 7,37±0,5* | 7,74±3,9 |
| Эритроциты, 1012/л | 6,28±0,2 | 6,66±0,42 | 6,97±1,1 | 7,9±0,19* | 6,8±0,61 |
| Гемоглобин, г/л | 111,8± 10,4 | 110,7± 6,3 | 108,2± 4,3 | 97,3± 5,4 | 109,0± 8,0 |
| Лейкоформула,%: лимфоциты | 83,6±3,4 | 83,4±2,5 | 69,6±4,7* | 67,6±3,9* | 56,6±4,5* |
| моноциты | 1,0±0,32 | 0,7±0,06 | 1,2±0,2 | 0,6±0,3 | 0,6±0,2 |
| эозинофилы | 0,2±0,01 | 0,2±0,01 | 2,6±0,23* | 1,2±0,2* | 5,4±0,5* |
| сегментоядерные | 14,0±2,0 | 12,0±1,9 | 24,8±3,5* | 28,2±3,4* | 35,6±4,1* |
| палочкоядерные | 1,2±0,3 | 2,7±0,21* | 1,8±0,1 | 2,4±0,4* | 1,8±1,0 |
| ЛИИ | 0,18±0,06 | 0,21±0,03 | 0,38±0,2 | 0,27±0,1 | 0,62±0,3 |
* Р<0,05 относительно животных 1 группы (интактные животные)
Через 3 дня после введения анатоксина (табл. 6) у всех подопытных животных резко возросло общее количество лейкоцитов. Так, если у
крыс контрольных групп оно было на уровне 7,1±0,98 - 7,3±0,13*109/ л, то у крыс опытных групп - 11,3±0,29-11,9±0,37*109/л. Рас-чёт лейкограммы показал, что наблюдаемый лейкоцитоз произошел за счет увеличения ко-личества лимфоцитарных клеток.
Таблица 6. Гемограмма крыс через 3 дня после введения анатоксина
| Гематологический показатель | Группы животных (ns10) | ||||
|---|---|---|---|---|---|
| 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | |
| Лейкоциты, 109/л | 7,34±0,13 | 7,1±0,98 | 11,9±0,37* | 11,3±0,29* | 11,6±0,18* |
| Эритроциты, 1012/л | 6,28±1,2 | 6,9±0,79 | 6,96±0,86 | 6,77±0,4 | 6,95±0,29 |
| Гемоглобин, г/л | 91,2±4,4 | 91,3±6,3 | 115,2±9,0 | 99,8±8,0 | 114,8±6,0 |
| Лейкоформула,%: лимфоциты | 82,0±5,0 | 82,5±4,2 | 83,6±4,4 | 71,4±4,7 | 73,5±4,7 |
| моноциты | 1,6±0,30 | 0 | 1,0±0,20 | 0,6±0,10 | 1,8±0,04 |
| базофилы | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 |
| эозинофилы | 1,2±0,5 | 0,8±0,3 | 2,4±0,7 | 2,4±0,29 | 4,0±1,0* |
| сегментоядерные | 14,0±1,1 | 15,0±1,57 | 12,6±2,7 | 23,0±3,9 | 20,0±4,0* |
| палочкоядерные | 1,2±0,2 | 2,7±0,3* | 0,4±0,08* | 2,6±0,9 | 0,7±0,5 |
| ЛИИ | 0,18±0,06 | 0,38±0,16 | 0,12±0,3 | 0,32±0,1 | 0,27±0,17 |
* Р<0,05 относительно животных 1-й группы (интактные животные)
Спустя 7 дней после введения анатоксина количественные значения контролируемых гематологических показателей у животных всех групп достоверно не отличались между собой, что может свидетельствовать о прекращении антигенного раздражения.
Как показали проведенные исследования, после инактивации формалином экзотоксины потеряли свои цитотоксические свойства. Поскольку наблюдаемые изменения в картине крови были диаметрально противоположными, наблюдаемые при заражении животных нативными формами токсинов. Так было установлено, что после однократного введения нативной смеси экзотоксинов в картине крови подопытных животных стремительно развивались изменения, характеризующиеся резким угнетением лейкопоэза на фоне выраженной эозинофилии и нейтрофилии с преобладанием в популяции последних незрелых клеток. При этом даже спустя 24 ч у подопытных животных сохранялись признаки иммунносупресивных и воспалительно-дегенеративных процессов, о чем свидетельствовало высокое содержание в периферической крови миелоцитов и метамиелоцитов и полное исчезновение моноцитов [6]. После введения инактивированной смеси экзотоксинов, наблюдаемые в течение первых 24 ч изменения в картине крови у подопытных животных, свидетельствовали о вполне естественном развитии патофизиологических процессов в виде кратковременной умеренной лейкопении, сменяющейся лейкоцитозом с преобладанием в лейкоформуле сегментоядерных клеток. Спустя 72 ч эффект был обратным, у животных, которым ввели анатоксин, развивалась лейкопения с преобладанием в пуле клеток белой крови лимфоцитов. Через 168 ч после введения анатоксина картина крови подопытных животных была аналогичной таковой у контрольных животных, что может свидетельствовать о развитии эффекторной стадии иммунного ответа.
Таким образом, исследования показали, что после инактивации экзотоксины E. coli потеряли свои цитотоксические свойства, но сохранили антигенные, поскольку наблюдаемые изменения в картине крови после введения анатоксина животным полностью вписываются в сценарий классического развития иммунного ответа на антигенное раздражение, а, именно, во временную последовательность развития стадии индукции, стадии иммунорегуляции и эффекторной стадии [2].
Следовательно, можно констатировать, что после введения растворимого антигена, коим является смесь инактивированных экзотоксинов E. coli, первичное реагирование иммунной системы в виде увеличения количественного присутствия физиологически зрелых нейтрофилов (фагоцитов) продолжается в течение 24 ч, после чего стадия индукции иммунного ответа затухает и начинает реализовываться ее регуляторная стадия, проявляющаяся увеличением количества иммунокомпетентных клеток - лимфоцитов.
Дозозависимый эффект влияния анатоксина на картину крови весьма заметен, но насколько положительным является более высокое увеличение количества нейтрофильных гранулоцитов у животных, которым инъецировали анатоксин в более высоких дозах могут показать исследования по развитию у них гуморального иммунного ответа. Однако то обстоятельство, что на протяжении первых 3-х дней после инъекции анатоксина в дозе 0,6 мл у животных сохранялось повышенное содержание в крови эозинофилов, может свидетельствовать о его возможном аллергизирующем действии на организм.
Заключение. Смесь инактивированных формалином экзотоксинов E. coli (анатоксин) можно рассматривать в качестве претендента на вакцинный препарат, поскольку она потеряла своё цитопатологи- ческое действие, но сохранила антигенные и иммуностимулирующие свойства. Наблюдаемые в картине периферической крови позитивные изменения в течение первых 72 ч после введения анатоксина, характеризовались последовательно развивающейся умеренной нейтрофилией без ядерного сдвига и лимфоцитозом. Чем большей была доза вводимого анатоксина, тем более выраженными были изменения в картине крови, в том числе проявляющиеся повышенным присутствием в кровяном русле эозинофилов.
Список литературы:
Резюме. Эшерихиоз телят и поросят по-прежнему является широко распространенной инфекционной патологией на фермах различных стран мира, в том числе и России, несмотря на проведение вакцинопрофилактики данной болезни. Это обстоятельство свидетельствует о несовершенстве применяемых средств иммунизации, причиной которой является несоответствие антигенного состава вакцин этиологическим и патогенетическим факторам, обуславливающих развитие эшерихиоза. С учётом выше обозначенного, приобретает актуальность вопрос совместного применения энтеротоксинов кишечной палочки в качестве комплексного вакцинного препарата (анатоксина), однако как они будут влиять на организм животного после введения, и какими будут обладать свойствами, неизвестно, что требует проведения специальных исследований. В связи с этим целью работы являлось изучение влияния смеси инактивированных энтеротоксинов на картину крови животных. В результате исследований было установлено, что после введения анатоксина у крыс первичное реагирование иммунной системы выражалось в виде увеличения количественного присутствия физиологически зрелых нейтрофилов, после чего наблюдали увеличение количества иммунокомпетентных клеток - лимфоцитов. Доза вводимого анатоксина также имела значение, чем она была выше, тем более выраженными были изменения в картине крови, в том числе проявляющиеся повышенным присутствием в кровяном русле эозинофилов. Инактивированные энтеротоксины E. coli не обладали токсическим и цитопатологическим действием при их введении в макроорганизм, в то же время они сохранили свои антигенные и иммуностимулирующие свойства, что позволяет их рассматривать в качестве претендента на комплексный вакцинный препарат.
Ключевые слова: эшерихиоз, экзотоксины, энтеротоксины, Escherichia coli, анатоксин, кровь, нейтрофильные гранулоциты, лимфоциты, белые крысы.
Сведения об авторах:
Тищенко Александр Сергеевич, кандидат ветеринарных наук, старший преподаватель кафедры микробиологии, эпизоотологии и вирусологии факультета ветеринарной медицины ФГБОУ ВО «Кубанский государственный аграрный университет имени И. Т. Трубилина»; 350044, г. Краснодар, ул. Калинина, 13; 8-928-4692399; e-mail: mephisto83@inbox.ru.
Ответственный за переписку с редакцией: Терехов Владимир Иванович, доктор биологических наук, профессор, ГБПОУ КК «Пашковский сельскохозяйственный колледж»; 350910, г. Краснодар, пос. Пашковский, ул. Е. Бершанской, 220; тел.:8-988-4742115; e-mail: vterekhov@list.ru.
http://vetkuban.com/num4_201702.html